Eva Wolf und Patrick Braun


Resistente Virusvarianten sind eine der Hauptursachen für das virologische Versagen antiretroviraler Therapien. Bei Resistenzen gegen mehrere Substanzklassen sind die Optionen eingeschränkt und der virologische Erfolg oft nur vorübergehend. Mit Zweit-Generations-PIs und -NNRTIs sowie neuen Substanzklassen wie Entry- oder Integrase-Inhibitoren gelingt es allerdings heute meist, auch in der Salvage-Situation noch wirksame Kombinationen zusammenzustellen. Bei einer Resistenz-basierten Therapieumstellung hat auch die Nutzung von Resensitivierungsmechanismen an Bedeutung gewonnen. Das rasche Auftreten resistenter Varianten wird insbesondere durch den hohen Turnover von HIV verursacht - täglich entstehen ca. 10 Milliarden neuer Viruspartikel (Perelson 1996) - und durch die hohe Fehlerrate bei der Reversen Transkription des Virusgenoms. Auch ohne ART entstehen durch die hohe Mutationsrate ständig neue Virusvarianten, so genannte Quasispezies. In Gegenwart von antiretroviralen Medikamenten werden zufällig aufgetretene resistente Quasispezies selektiert (Drake 1993). Neben Grundlagen beschreibt dieses Kapitel die unter ART entstehenden Resistenzmutationen. Die meisten Daten stammen dabei aus Patienten mit Subtyp-B-Viren (die jedoch weltweit nur 12 % ausmachen). Mittlerweile wurden jedoch auch zunehmend non-B-Subtypen untersucht, teilweise mit abweichenden Resistenzpfaden und Mustern (Snoeck 2006).

Methoden der Resistenzbestimmung

Die zwei etablierten Methoden, die Resistenz bzw. Sensitivität von HIV gegenüber antiretroviralen Substanzen zu messen, sind die genotypische und die phänotypische Resistenzbestimmung (Wilson 2003). Zu den von der FDA zugelassenen genotypischen Testsystemen zählen z. B.

• HIV-1 TrueGene^TM (Siemens Healthcare Diagnostics)
• ViroSeq^TM (Applera Corporation of Applied Biosystems and Celera; Vertriebspartner Abbott Laboratories)

Andere genotypische Tests wie zum Beispiel

• Virco®Type HIV-1 von Virco
• GeneSeq^TMvon Monogram Biosciences

sind in den Labors der jeweiligen Hersteller etabliert und finden meist in klinischen Studien Anwendung. Die herkömmliche Genotypisierung erfasst in der Regel nur Virusstämme mit einem Anteil von mindestens 20 % an der Gesamtpopulation. Über ultrasensitive Methoden (allelspezifische Realtime-PCR, Single-Genome-Sequencing) mit Detektionsgrenzen von <0,1-5 % verfügen nur wenige Labore. Zudem ist die klinische Relevanz von minoren Viruspopulationen derzeit nicht eindeutig belegt. Beispiele für phänotypische Resistenztests sind

• Antivirogram® von Virco
• PhenoSense^TM von Monogram Biosciences und
• Phenoscript^TM von Viralliance.

Nachteile der Phänotypisierung sind der zeitliche Aufwand und die hohen Kosten. Während die Gesamtkosten der genotypischen Resistenzbestimmung je nach Testverfahren und Labor zwischen 300 und 450 Euro liegen, ist der Preis für die Phänotypisierung ungefähr doppelt so hoch. Ein Problem beider Methoden ist, dass eine Mindestmenge an Viren vorhanden sein muss: bei einer Viruslast von weniger als 500-1.000 Kopien/ml kann die Resistenzanalyse häufig nicht durchgeführt werden.

Phänotypisierung

Bei einem phänotypischen Resistenztest wird die Empfindlichkeit gegenüber Medikamenten direkt quantifiziert. Die virale Replikationsfähigkeit in der Zellkultur wird unter dem Selektionsdruck der antiretroviralen Substanzen - in steigenden Konzentrationen - gemessen und mit der des Wildtyp-Virus verglichen. Die Medikamentenkonzentration, die benötigt wird, um in der Zellkultur die Replikation eines Virusisolats um 50 % zu hemmen, wird IC₅₀ (50 % inhibitory concentration) genannt. Die Empfindlichkeit wird als Quotient aus gemessener IC₅₀ und IC₅₀ eines Wildtyp-Referenzvirus angegeben. Zur Interpretation wird dieser Quotient - auch Resistenzfaktor oder "Fold-change" genannt - mit einem so genannten Cut-off Wert verglichen. Dieser gibt idealerweise an, bis zu welchem Faktor die IC50 des HIV-Isolats im Vergleich zum Wildtyp-Virus erhöht sein kann, ohne dass ein klinisch relevanter Wirkverlust besteht.

Cut-off-Definitionen: technischer, biologischer und klinischer Cut-off

Man unterscheidet drei Cut-off-Werte.

Der technische Cut-off ist ein Maß für die messtechnische Variationsbreite.

Der biologische Cut-off ist ein Maß für die natürliche Variationsbreite der Empfindlichkeit der Wildtyp-Virusisolate.

Der klinische Cut-off gibt an, bis zu welcher IC₅₀50-Erhöhung (Fold-change) noch mit einem virologischen Erfolg zu rechnen ist und ist somit der klinisch relevante Schwellenwert. Sowohl der VircoType- als auch der PhenoSense-Befund geben einen oberen und einen unteren Cut-off an. Am unteren Cut-off ist das virologische Ansprechen bereits leicht vermindert, ab dem oberen Cut-off ist kein oder nur ein geringes virologisches Ansprechen zu erwarten. Für neuere Medikamente fehlt oftmals aus Datenmagel dieser Cut-off.

Genotypisierung

Mit den genotypischen Verfahren werden Resistenz-assoziierte Mutationen analysiert. Die Mutationen werden über die direkte Sequenzierung des amplifizierten HIV-Genoms oder durch spezifische Hybridisierungsverfahren mit Wildtyp- bzw. mutanten Oligonukleotiden nachgewiesen. Für therapeutische Entscheidungen relevant sind die Sequenzierung der pol-Region, die für die viralen Enzyme Protease, Reverse Transkriptase und Integrase codiert, und der env-Region, die für die Glykoproteine der Virushülle, gp41 und gp120, codiert.

Basis für die Interpretation genotypischer Resistenzmuster ist die Korrelation zwischen Genotyp, Phänotyp und klinischem Ansprechen. Entsprechende Daten kommen aus In-vitro-Selektionsstudien, klinischen Studien, klinischen Beobachtungen und zahlreichen Doppelmessungen, bei denen Mutationen auf ihre phänotypische Resistenz untersucht wurden.

Regelbasierte Interpretationssysteme

Häufig basieren genotypische Interpretationssysteme auf Regeln, die von Experten aus Literaturdaten abgeleitet und ein- bis zweimal im Jahr überarbeit werden (z. B. HIV-GRADE oder die Französischen ANRS-Regeln). Zu solchen regelbasierten Interpretationssystemen, die im Internet frei verfügbar sind, zählen:

• HIV-GRADE: http://www.hiv-grade.de
• Stanford-Database: http://hivdb.stanford.edu/pages/asi/
• The Rega Algorithms: http://www.rega.kuleuven.be/cev/index.php?id=30

Datenbasierte Interpretationssysteme und virtueller Phänotyp

Im Gegensatz zu den von Expertenteams erstellten, wissensbasierten Regelsystemen hat man sich bei den datenbasierten Interpretationssystemen geno2pheno oder vircoType^TM dem Problem mathematisch genähert - mit dem Ziel, aus einer genetischen Information den Phänotyp bzw. das virologische Ansprechen vorhersagen zu können. Bei diesem "virtuellen Phänotyp" wird dem individuellen genotypischen Resistenzmuster ein Phänotyp zugeordnet, ohne dass eine Phänotypisierung durchgeführt wurde. Grundlage hierfür sind Datenbanken mit den Ergebnissen paarweise durchgeführter Geno- und Phänotypisierungen.

Das frei verfügbare Resistenzinterpretationssystem geno2pheno basiert auf der Verwendung maschinell lernender Techniken, wie z. B. Support-Vektormaschinen (Beerenwinkel 2003). Es lernt aus den gekoppelten Geno- und Phänotypen, erkennt Gesetzmäßigkeiten und kann so den (virtuellen) Phänotyp ableiten.

Grundlage der vircoType-Interpretation ist ein multiples, lineares Regressionsmodell, das auf einen Datensatz von über 45.000 Genotyp/Phänotyp-Paaren angewendet wird: Für jedes Medikament wird die IC₅₀-Erhöhung bzw. der Fold-change-Wert als Funktion der möglichen Mutationen und Mutationspaare dargestellt. Durch die Berücksichtigung von Mutationspaaren werden Interaktionen zwischen den einzelnen Mutationen in die Resistenzbeurteilung einbezogen. Die Regressionsanalyse ordnet den jeweiligen Mutationen bzw. Mutationspaaren medikamentenspezifische Gewichtungsfaktoren zu. Synergistische Effekte, die durch das gleichzeitige Auftreten zweier Mutationen entstehen, werden durch einen positiven Gewichtungsfaktor, antagonistische oder resensitivierende Effekte durch einen negativen Gewichtungsfaktor abgebildet.

Die kommerziellen Anbieter von Resistenztests haben meist Interpretations­richtlinien in ihre Systeme integriert (z. B. virco®Type HIV-1 von Virco oder GuideLines© (TruGene^TM) von Siemens Healthcare Diagnostics.

Grundlagen

Nomenklatur

Innerhalb der Nukleotidsequenzen des HIV-Genoms kodieren je drei Nukleotide, auch Codons genannt, für eine Aminosäure in der Proteinsequenz. Resistenzmutationen werden mit einer Zahl, die die Position des jeweiligen Codons angibt, und zwei Buchstaben beschrieben. Der Buchstabe vor der Zahl entspricht der Aminosäure, für die dieses Codon im Wildtyp-Virus an dieser Position kodiert. Der Buchstabe nach der Zahl bezeichnet die Aminosäure, die durch das mutierte Codon gebildet wird. Bei M184V zum Beispiel betrifft die entsprechende Mutation das Codon 184 des RT-Gens und führt zu einem Austausch der Aminosäure Methionin gegen Valin im RT-Enzym.

Resistenzmechanismen

NRTIs werden als Prodrugs erst als Triphosphate wirksam. Bei Nukleotidanaloga sind zwei, bei Nukleosidanaloga drei Phosphorylierungsschritte nötig. Phosphorylierte NRTIs werden kompetitiv zu den natürlichen dNTPs (Desoxynukleotid-Triphosphate) in die provirale DNA eingebaut. Sie hemmen deren weitere Synthese durch das RT-Enzym, blockieren so die Verlängerung der proviralen DNA und führen zum Kettenabbruch. Zu unterscheiden sind zwei biochemische Resistenz-Mechanismen (De Mendoza 2002):

Die sterische Inhibition wird durch Mutationen vermittelt, die es dem RT-Enzym ermöglichen, strukturelle Unterschiede zwischen NRTIs und dNTPs zu erkennen. Der Einbau von NRTIs wird zugunsten der dNTPs verhindert, so zum Beispiel bei den Mutationen M184V, Q151M, L74V und K65R (Naeger 2001, Clavel 2004).

Bei der ATP (Adenosin-Triphosphat)- oder Pyrophosphat-vermittelten Phosphorylyse werden bereits eingebaute NRTIs aus der wachsenden DNA-Kette wieder freigesetzt. Dies ist der Fall bei den Thymidinanaloga-Mutationen M41L, D67N, K70R, L210W, T215Y und K219Q (Meyer 2000). Die Phosphorylyse verursacht Kreuzresistenzen zwischen den NRTIs, die jedoch unterschiedlich stark ausgeprägt sind (AZT, D4T > ABC > DDI > 3TC). Die Mutation K65R wirkt der Exzision der bereits eingebauten NRTIs entgegen. Das Gleichgewicht beider Mechanismen - reduzierter Einbau durch K65R einerseits und Hemmung der Exzision durch K65R andererseits - führt bei den meisten NRTIs zu einer verminderten, bei AZT jedoch zu einer erhöhten Empfindlichkeit (White 2005).

NNRTIs hemmen ebenfalls das virale Enzym Reverse Transkriptase, unterscheiden sich jedoch chemisch von den NRTIs. Als kleine Moleküle lagern sie an eine hydrophobe Stelle in der Nähe des katalytischen Zentrums der RT an. Mutationen an der NNRTI-Bindungsstelle der RT verringern die Affinität von RT und NNRTI und führen zu einem Wirkverlust. Während bei den NNRTIs der ersten Generation oft eine Mutation für eine vollständige Resistenz reicht, ist das Mutationsmuster bei den weniger starren NNRTIs der zweiten Generation komplexer.

PIs verhindern die Spaltung des viralen gag-pol-Vorläuferproteins durch das Enzym HIV-Protease. Dadurch werden Viruspartikel produziert, die nicht infektiös sind. PI-Resistenzen entwickeln sich in der Regel langsam, da mehrere Mutationen akkumuliert werden müssen. Man spricht hier auch von der genetischen Barriere. Es werden Haupt- und Nebenmutationen unterschieden, die jedoch nur eine grobe Einstufung der Resistenzlage erlauben.

Hauptmutationen ("major mutations") verursachen phänotypisch Resistenzen. Zu ihnen zählen sowohl Mutationen, die unter dem Selektionsdruck eines Medikaments als erste auftreten als auch Mutationen, die sich im aktiven Zentrum der HIV-Protease befinden und die Bindungsfähigkeit des PIs an dieses Enzym reduzieren (häufig auch als primäre Mutationen bezeichnet). Teilweise führen diese Mutationen auch zu einem Aktivitätsverlust der Protease.

Nebenmutationen ("minor mutations", häufig auch als sekundäre Mutationen bezeichnet) liegen außerhalb des aktiven Zentrums und treten in der Regel erst nach den Hauptmutationen auf. Bisweilen können sie den durch die Hauptmutationen bedingten Verlust an viraler Fitness kompensieren (Nijhuis 1999, Johnson 2007b).

Mutationen an Positionen 20, 36, 63, und 77 sind polymorph und kommen auch ohne Selektionsdruck häufig vor bzw. entsprechen z.T. den Konsensus-Aminosäuren einiger non-B-Subtypen. Ihr Beitrag zur Resistenz ist nur gering und hängt vom Vorhandensein anderer Mutationen ab.

Tabelle 1: Resistenzmutationen unter PIs

Hauptmutationen
D30N, V32I, M46I/L/V, I47V/A, G48V/M, I50V/L, I54VM/L/T/A/S, L76V, V82A/T/F/T/L/S/M/C, I84V/A/C, N88D/S/T/G, L90M
Nebenmutationen
L10IVFRY, V11I, I13V, K20MRTIVI, L24I, L33F/I, E35G, K43T, F53L/Y, Q58E, A71V/T/I, G73C/A/T/S, T74P, N83D, L89V

(HIV Drug Resistance Database, Sequence Analyses Program, version 5.0.0, 2008-11-04; http://hivdb.stanford.edu/pages/asi/releaseNotes/updates.html)

Entry-Inhibitoren: Verhindern, dass das Virus in die Zielzelle eindringen kann. Damit HIV in die Zielzelle gelangen kann, bindet HIV mit seinem Oberflächenprotein gp120 an den CD4-Rezeptor, was zu Konformationsänderungen in gp120 führt und die Bindung des V3-Loops von gp120 mit den Chemokin-Rezeptoren der Zielzelle, CCR5 bzw. CXCR4, ermöglicht. Durch Interaktionen der beiden Heptad Repeat Regionen HR1 und HR2 und des viralen Transmembranproteins gp41 erfolgt eine Konformationsänderung in gp41, die schließlich die Insertion von gp41 in die Zellmembran ermöglicht.

CCR5-Antagonisten binden an den CCR5-Korezeptor, verhindern so die Interaktion mit dem viralen Oberflächenprotein gp120 und damit den Eintritt in die Zelle.

Fusionsinhibitoren verhindern die Fusion der viralen Membran mit der Zellmembran. Der Fusionsinhibitor T-20 ist ein synthetisches Peptid, das der C-terminalen HR2-Domäne von gp41 entspricht und kompetitiv zu HR2 mit HR1 interagiert. Dadurch wird die nötige Konformationsänderung in gp41 und so die Fusion von HIV mit der Zelle verhindert. Bereits ein einzelner Aminosäure-Austausch in HR1 kann die Wirksamkeit von T-20 deutlich einschränken.

Integrase-Inhibitoren verhindern die Integration der proviralen DNA in das Erbgut der Wirtszellen. Zunächst bindet die virale Integrase im Zytoplasma an die 3´Enden der proviralen DNA und bildet den Präintegrationskomplex. Anschließend schneidet die Integrase ein Dinukleotid an beiden Enden der viralen DNA heraus, wodurch neue 3Hydroxylgruppen entstehen (3´Prozessierung). Im Zellkern kommt es zum Strangtransfer, bei dem die Integrase die Endabschnitte der viralen DNA mit der zellulären DNA verbindet. Integrase-Inhibitoren wie Raltegravir oder Elvitegravir verhindern den Strangtransfer. Sie binden an die Integrase und wandern zusammen mit dem Präintegrationskomplex in den Zellkern. In ihrer Gegenwart können die Integrase-Moleküle die Integration der proviralen DNA in die zelluläre DNA nicht mehr katalysieren. Resistenz entsteht durch die Selektion bestimmter (Schlüssel-) Mutationen im Integrase-Gen. Sowohl der Strangtransfer als auch die 3 Prozessierung können dadurch betroffen sein. Die Entwicklung von Resistenz kann sowohl für Raltegravir als auch für Elvitegravir über verschiedene Resistenzpfade laufen. Es wurden bereits einige unterschiedliche Resistenzprofile beschrieben. Die Akkumulation sekundärer Mutationen führt zu einer weiteren Abnahme der Empfindlichkeit.

Transmission resistenter HIV-Stämme

Die Prävalenz der bereits vor Therapiebeginn vorhandenen Resistenzmutationen variiert regional erheblich. Prävalenzen von über 20 % wurden vorübergehend in großen US-Städten mit einer großen homosexuellen Population und mit langjährigem Zugang zu antiretroviraler Therapie beobachtet. Auch aus Spanien wurden Ende der 90er Jahre ähnlich hohe Transmissionsraten berichtet (Grant 2003, Wensing 2003, De Mendoza 2003+2005a, Truong 2006).

Die deutsche Serokonverterstudie des Robert Koch-Instituts fand zwischen 1996 und 2007 in 11,2 % (partiell) resistente Viren (Kuecherer 2006, Bartmeyer 2008). Bei chronisch infizierten Patienten lag im Zeitraum 2001-2007 der Primärresistenzanteil bei 14 % (RESINA-Studie, Oette 2008).

Tabelle 2: Resistenzprävalenz vor Therapiebeginn (Auswahl).

Autor	Region	Zeitraum	Kollektiv	N	Primär-Resistenz
Wensing 2006	Europa (19 Länder)	2002-2003	Neudiagnosen	1050	9,1 %
Cane 2005	Großbritannien	1996-2005	Chronisch Infizierte	2357	14,2 %
Oette 2008	Deutschland (NRW)	2001-2004	Chronisch Infizierte	1373	14 %
Bartmeyer 2008	Deutschland	1996-2007	Serokonverter	1298	11,2 %
De Mendoza 2005	Spanien	1997-2004	Serokonverter	198	12,1 %
Recordon 2007	Frankreich	1996-2005	Serokonverter	194	15,7 %*
Chaix 2007	Frankreich	2005-2006	Serokonverter + Chronisch Infizierte	289	10,4 %
Little 2002	USA	1995-2000	Serokonverter	377	22,7 %
Truong 2006	San Francisco	2004	Neu Diagnostizierte	129	13,2 %
Jayaraman 2006	Kanada	1999-2003	Neu Diagnostizierte	768	10,2 %
Nkengafac 2007	Cameroon	2005-2006	Neu Diagnostizierte	180	7,8 %

*(18,2% Subtyp B, 8,3% non-B)

In der europäischen CATCH-Studie, einer Sub- bzw. Vorläuferstudie von SPREAD (Strategy to Control Spread of HIV Drug Resistance) lag die Primärresistenz-Prävalenz bei insgesamt 2.208 neu diagnostizierten HIV-Infektionen im Erhebungszeitaum 1996-2002 bei 10,4 % (Wensing 2005). Während der Anteil der NRTI-Resistenzen sank, nahmen NNRTI-Resistenzen zu. PI-Resistenzen blieben relativ konstant. Primärresistenzen wurden vor allem beim Subtyp B (70 % aller Neu-Diagnosen) beobachtet, allerdings stieg der Anteil an Primärresistenz auch bei den non-B-Subtypen.

Europaweite Prävalenzdaten aus den Jahren 2002/2003 kommen aus dem SPREAD-Programm, das sich das Monitoring von Primärresistenzen bei Neu-Infizierten bzw. ART-naiven HIV-Patienten zum Ziel gesetzt hat. Bei 9,1 % der 1.050 neu diagnostizierten HIV-Patienten wurden Viren mit mindestens einer Resistenzmutation gefunden (Wensing 2006). Bei weniger als 1 % der Patienten lag ein Virus vor, das Resistenzen gegen zwei Medikamentenklassen trug.

Ultrasensitive Methoden wie die allelspezifische Realtime-PCR (AS-PCR) erkennen meist mehr Resistenzmutationen als herkömmliche Sequenzierungs-Verfahren: so wurden in einer Studie bei 10/49 Serokonvertern die Mutationen L90M, K103N oder M184V mittels Real-Time PCR und unter Verwendung der entsprechend spezifischen Oligonukleotide detektiert. Bei 5/10 Patienten waren diese Mutationen mit der direkten Sequenzierungstechnik nicht nachweisbar (Metzner 2005). In einer Schweizer Studie wurden bei 13/74 primär infizierten Patienten (18 %) mit dokumentiertem Wildtyp-Virus M184V- und/oder K103N- Quasispezies als minore Varianten gefunden (Metzner 2007a). In einer Studie aus Atlanta wurde gezielt auf L90M, M41L, K70R, K103N, Y181C, M184V, T215F und T215Y untersucht. Bei 33/205 primär oder chronisch Infizierten (16 %) wurden Resistenzmutationen nachgewiesen (Johnson 2007a).

Tabelle 3: Persistierende Resistenzmutationen bei einem Patienten, der sich mit einem multi-resistenten Virus infizierte (letzter negativer HIV-Test 1997, HIV-Erstdiagnose 06/2000).

	Indexperson	Patient
	02/2000	03/2001	01/2002	01/2003	07/2004
NRTI
M41L	M41L	M41L	M41L
D67N	D67N	D67N	D67N	D67N	D67N
K70R	K70R
V75M	V75M	V75M	V75M
M184V		M184V
L210W	L210W
T215F	T215F	T215F
K219Q	K219Q	K219Q	K219Q	K219Q	K219Q
NNRTI
G190A	G190A	G190A	G190A	G190A	G190A
PI
M46I	M46I	M46I	M46I	M46I	M46I
L63P	L63P
A71V	A71V	A71V	A71V	A71V	A71V
G73S	G73S
I84V	I84V	I84V	I84V	I84V
L90M	L90M	L90M	L90M	L90M	L90M

Im Gegensatz zu K103N oder M184V ist K65R selten eine primäre Mutation. Sie wurde nur bei 4/194 Patienten (2 %) als minore Virusvariante zu Therapiebeginn detektiert. Das virologische Ansprechen unter einer ART mit TDF+FTC plus einem NNRTI oder einem PI/r blieb bis Woche 24 offenbar unbeeinträchtigt (Metzner 2007b).

Übertragene Primärresistenzen persistieren über lange Zeit (Pao 2004). In einer spanischen Studie wurden 10 Serokonverter mit Primärresistenzmutationen wie T215Y, T215N/S/C, M41L, L74V, V82S/A, L90M und I54V im Median 41 Monate beobachtet. In nur 3/10 Fällen kam es zur (partiellen) Rückmutation (von T215Y). Zweimal entstanden aus T215Y revertante Formen (T215S), und im dritten Fall wurde nach 7 Jahren das Wildtyp-Virus nachgewiesen (De Mendoza 2005b). In einer eigenen Beobachtung persistierten übertragene Resistenzmutationen über 4 Jahre (siehe Tabelle 3).

Primär übertragene Resistenzmutationen können die Therapieoptionen einschränken und das virologische Ansprechen mindern (Harzic 2002, Little 2002, Riva 2002, Hanna 2001). Wird jedoch die Resistenzlage berücksichtigt, ist ein primärer Therapieerfolg häufig möglich (Oette 2006, Reuter 2008).

Anfang 2005 erregte ein New Yorker Patient großes Aufsehen. Er hatte sich mit einem multiresistenten Virus mit 7 NRTI-, 2 NNRTI- und 12 PI-Mutationen angesteckt. Nach 4 bis 20 Monaten (der genaue Zeitpunkt der Infektion ist nicht bekannt) hatte der Patient nur noch 80 CD4-Zellen/µl. Die Replikationskapazität des resistenten Virus glich der eines Wildtyp-Virus. Nur zwei Medikamente, T-20 und Efavirenz, waren laut Resistenztest noch wirksam. Obgleich die Übertragung multiresistenter Viren zusammen mit einer raschen klinischen Progression ein bisher sehr seltenes Ereignis ist, werden mit diesem Beispiel die möglichen klinischen Konsequenzen von Primärresistenzen deutlich (Markowitz 2005).

Klinische Studien

Die klinische Relevanz genotypischer Resistenztests vor Therapieumstellung wurde in prospektiven, kontrollierten Studien wie VIRADAPT, CPCRA 046 oder Havana belegt (Durant 1999, Baxter 2000, Tural 2002). Dies gilt auch für die phänotypische Resistenztestung (Studie VIRA 3001; Cohen 2002). Patienten, deren Ärzte vor der ART-Umstellung Informationen über Resistenzen besaßen, erzielten deutlichere Viruslastsenkungen als Patienten, deren ART ohne Wissen um die Resistenzlage geändert wurde - dies zu einem Zeitpunkt, zudem es noch vergleichsweise wenig Therapieoptionen bzw. -alternativen gab. Seither sind diverse neue Medikamente hinzugekommen, die insbesondere auch für den Einsatz bei bestehenden Resistenzmutationen entwickelt wurden. Mit den Zweit-Generations-NNRTIs und -PIs, die abhängig vom Resistenzprofil unterschiedliche Wirksamkeit zeigen, hat auch die klinische Relevanz der Resistenzbestimmung vor Therapieumstellung zugenommen. Wie sich dies nach Einführung neuer Substanzklassen wie z.B. der Integrasehemmer oder CCR5-Inhibitoren entwickelt, bleibt abzuwarten.

Interpretation genotypischer Resistenzprofile

NRTIs

Bei einigen NRTIs wie 3TC oder den NNRTIs verursacht bereits eine einzige Mutation eine hochgradige Resistenz (Havlir 1996, Schuurman 1995). Deshalb sollten diese Substanzen nur in effektiven Kombinationen eingesetzt werden. Die 3TC spezifische Mutation M184V führt jedoch auch gleichzeitig zu einem Verlust der viralen Replikationskapazität um ca. 40-60 % (Sharma 1999, Miller 2003, Deval 2004). In einer frühen Studie zur 3TC-Monotherapie lag die Viruslast trotz frühem Auftreten der Mutation M184V nach 52 Wochen immer noch 0,5 Logstufen unter der Ausgangsviruslast (Eron 1995). Im Vergleich zu Therapiepausen scheint eine 3TC-Monotherapie die virologische und immunologische Verschlechterung hinauszuzögern (Castagna 2006). FTC und 3TC haben ein nahezu gleiches geno- und phänotypisches Resistenzprofil - ein Therapieversagen ist mit der Mutation M184V verbunden (Borroto-Esoda 2007).

Zu den Thymidinanaloga-Mutationen, meist kurz "TAMs" genannt, zählen die Mutationen M41L, D67N, K70R, L210W, T215Y und K219Q, die zunächst unter AZT beschrieben wurden (Larder 1989), aber auch durch D4T selektiert werden können (Loveday 1999). Das Vorhandensein von drei oder mehr TAMs - vor allem die Mutation T215Y/F bedingt auch einen relevanten Sensitivitätsverlust gegenüber D4T (Calvez 2002, Lafeuillade 2003). Statt TAMs wird häufig auch der Begriff der "NAMs" (Nukleosidanaloga-Mutationen) verwendet, da diese Mutationen auch mit einer Kreuzresistenz gegenüber allen anderen Nukleosidanaloga - ausgenommen 3TC und FTC - verbunden sind.

Isolierte Virusmutanten von Patienten mit Therapieversagen unter AZT, 3TC oder ABC haben in der Regel auch eine messbare phänotypische Resistenz. Zwei TAMs resultieren in einer 5,5-fach, drei in einer 29-fach und vier oder mehr TAMs in einer >100-fach verminderten Empfindlichkeit gegenüber AZT.

Der Einsatz von ABC ist bei einer mehr als 7-fach verminderten Empfindlichkeit nicht mehr Erfolg versprechend. In der Regel sind dafür mindestens 3 TAMs sowie die Mutation M184V nötig (Harrigan 2000). Noch prädiktiver für das Ansprechen auf Abacavir scheint ein im Rahmen der Narval-Studie (ANRS 088) entwickelter Score zu sein, nach dem das virologische Ansprechen auf Abacavir bei mindestens fünf Mutationen aus M41L, D67N, L74V, M184V, L210W, T215Y/F deutlich abnimmt (Brun-Vézinet 2003).

Das virologisches Ansprechen auf DDI hängt ab von Anzahl und Art der TAMs. Insbesondere die Mutationen T215Y/F, M41L und L210W - bedingt auch D67N und K219Q - waren in der Jaguar-Studie mit einem DDI-Wirkverlust assoziiert. Der virologische Erfolg war jedoch unabhängig von den Mutationen M184V und K70R (Marcelin 2005).

Klinische Daten sprechen dafür, dass Tenofovir bei TAMs wie D67, K70R, T215Y/F oder K219Q/E wirksam ist. Falls jedoch bei drei oder mehr TAMs auch M41L oder L210W dabei sind, ist das virologische Ansprechen schlechter (Antoniou 2003).

Die Mutationen M184V, L74V, so wie die NNRTI-spezifischen Mutationen L100I und Y181C können einen antagonistischen Effekt auf die Resistenzentwicklung gegenüber NRTIs ausüben (Vandamme 1999).

M184V bewirkt für AZT eine Resensitivierung bzw. eine Herabsetzung der IC₅₀ um 50-60 % und für D4T eine IC₅₀-Minderung um ca. 30 %. Diese Resensitivierung ist klinisch relevant, sofern nicht mehr als drei AZT- bzw. D4T-assoziierte Mutationen vorhanden sind (Shafer 1995, Underwood 2005). Die Phänotypisierung von 9.000 Proben zeigte in 79 % der Fälle eine mehr als 10-fache AZT-Resistenz, falls M41L, L210W und T215Y nachgewiesen wurden. War jedoch zusätzlich M184V vorhanden, wiesen nur noch 52 % eine mehr als 10-fache AZT-Resistenz auf (Larder 1999). M184V erhöht auch die Empfindlichkeit gegenüber Tenofovir (Miller 2001, Miller 2004a). Im Gegensatz dazu kann M184V zusammen mit multiplen TAMs bzw. Mutationen an den Positionen 65, 74 oder 115 die Resistenz gegenüber ABC verstärken (Harrigan 2000, Shafer 2003).

Eine so genannte Multi-Drug-Resistenz (MDR) gegenüber allen Nukleosid-Analoga - mit Ausnahme von 3TC - liegt vor, falls eine der folgenden Kombinationen vorkommt: T69SSX, d. h. die Mutation T69S plus einer Insertion von zwei Aminosäuren (SS, SG oder SA) zwischen Position 69 und 70, plus eine AZT-assoziierte Mutation oder aber Q151M plus eine weitere MDR-Mutation wie V75I, F77L oder F116Y (Masquelier 2001).

Die MDR-Mutation Q151M allein bewirkt eine intermediäre Resistenz gegenüber AZT, D4T, DDI und ABC. Sie kommt mit einer Prävalenz von unter 5 % relativ selten vor. Gegenüber TDF führt Q151M nur zu einem geringen Aktivitätsverlust. In Kombination mit Mutationen an den Positionen 75, 77, und 116 entstehen eine hochgradige Resistenz gegenüber AZT, DDI, D4T und ABC und eine intermediäre Resistenz gegenüber TDF (Shafer 2003).

Die Insertion T69SSX hat eine ca. 20-fache Resistenz gegenüber TDF zur Folge (Miller 2001, Miller 2004a). Diese Insertion oder auch die Mutation Q151M führen jeweils zusammen mit der Mutation M184V zu einer um ca. 70 % verminderten viralen Replikationskapazität (Miller 2003, Deval 2004).

Die Mutation L74V tritt unter DDI oder ABC auf und bewirkt eine 2 bis 5-fache DDI-Resistenz (Winters 1997). Der Wirksamkeitsverlust gegenüber ABC um den Faktor 2-3 wird als klinisch nicht relevant betrachtet und erfordert zusätzliche Mutationen (Tisdale 1997, Brun-Vézinet 2003). L74V/I mit oder ohne M184V führt für AZT und TDF zu einer Herabsetzung der IC50 um ca. 70 %; entsprechend ist die phänotypische Empfindlichkeit um ca. den Faktor 3 erhöht (Underwood 2005).

Die Mutation K65R kann unter TDF oder ABC, seltener auch unter DDI entstehen. Sie hat eine intermediäre Resistenz gegenüber TDF, ABC, DDI und 3TC bzw. FTC zur Folge, eventuell auch gegenüber D4T (Shafer 2003, Garcia-Lerma 2003). Eine Kreuzresistenz zu AZT besteht nicht (Miller 2004b). Obwohl K65R unter Abacavir entstehen kann, hat man vor der Einführung von Tenofovir die Mutation K65R selten beobachtet. Das liegt daran, dass in Kombinationen, die AZT enthalten, K65R seltener entsteht und Abacavir in den ersten Jahren meist in Form von Trizivir®, also in Kombination mit AZT, eingesetzt wurde. Auch bei bereits vorhandenen TAMs wird K65R kaum beobachtet, denn TAMs und K65R stellen zwei antagonistische Resistenzpfade dar. K65R tritt nur selten auf demselben Genom zusammen mit TAMs auf und praktisch nie zusammen mit L74V (Wirden 2005). Ähnlich wie in den großen klinischen TDF-Studien mit divergenten Therapieregimen scheint sich die Inzidenz der Mutation K65R bei ≤5 % stabilisiert zu haben. Dagegen wurde bei den Triple-Nuke-Kombinationen wie TDF+3TC+ABC oder TDF+3TC+DDI häufig ein Therapieversagen in Zusammenhang mit K65R beobachtet (Farthing 2003, Gallant 2003, Landman 2004, Jemsek 2004). Als Grund für die hohe Versagerrate wird die niedrige genetische Barriere dieser Therapieregime vermutet: Das Auftreten der Mutation K65R bewirkt einen Sensitivitätsverlust gegen alle drei Medikamente.

K65R erhöht die Sensitivität gegenüber AZT bzw. bewirkt eine Resensitivierung gegenüber AZT, falls bereits (wenige) TAMs vorhanden sind. K65R führt bei AZT zu einer erhöhten Suszeptibilität um den Faktor 2, zusammen mit M184V/I um den Faktor 2,5 (White 2005, Underwood 2005). Umgekehrt reduzieren TAMs die K65R-assoziierte Resistenz gegen TDF, ABC und DDI (Parikh 2007).

Wie die Mutation M184V reduziert auch K65R die virale Replikationskapazität (RC). K65R und M184V vermindern die RC signifikant; dies konnte weder für TAMs noch für L74V/I gezeigt werden. Die mediane Replikationskapazität für Viren mit M184V/I (n=792), K65R (n=72) oder L74V/I (n=15) allein lag bei 68 % (P<0.0001), 72 % (p<0.0001) und 88 % (p=0.16). Mit Ausnahme von M184V änderten NAMs die mediane RC von Viren mit K65R oder L74V/I im Vergleich zur Einzelmutation nicht (McColl 2005). Bei gleichzeitigem Vorhandensein von K65R und M184V lag die RC bei nur 29 % (Miller 2003, Deval 2004).

Seltener als K65R, wurde die Mutation K70E unter versagender Therapie mit Tenofovir beobachtet, insbesondere bei Kombinationen mit Abacavir und 3TC (Delaugerre 2008). M70E und K65R werden selten gleichzeitig beobachtet. Es ist unwahrscheinlich, dass sie auf demselben Genom entstehen (Lloyd 2005). In einem Fall traten unter einer Therapie mit Tenofovir und FTC zunächst die Mutationen K70E und M184V auf, die später durch K70G und M184V ersetzt wurden. Beide Mutationen waren auf demselben Genom. Phänotypisch lag eine Resistenz gegen 3TC, FTC, Abacavir, DDI und Tenofovir vor. Dagegen blieb die Empfindlichkeit gegen AZT und d4T erhalten (Bradshaw 2007). Die mit einer ca. 5-fachen Resistenz gegenüber D4T und DDI assoziierte Mutation V75T kommt in der klinischen Realität selten vor (Lacey 1994).

Quantitative Empfindlichkeitsmessungen an großen Kohorten zeigten, dass bei NRTI-vorbehandelten Patienten in bis zu 29 % eine Hypersuszeptibilität gegenüber NNRTIs (Erniedrigung der inhibitorischen Konzentration um den Faktor 0,3-0,6) besteht. Eine reduzierte AZT- bzw. 3TC-Empfindlichkeit korrelierte invers mit einer erhöhten NNRTI-Suszeptibilität (Shulman 2000). Insbesondere die RT-Mutationen T215Y, H208Y und V118I sind prädiktiv für eine Hypersuszeptibilität gegenüber Efavirenz. Eine Datenbank-Analyse einiger Tausend paarweise gemessener Geno- und Phänotypen zeigte eine NNRTI-Hypersuszeptibilität sowohl für TAMs als auch für nicht-Thymidinanaloga-assoziierte NAMs. Eine Hypersuszeptibilität gegenüber Efavirenz lag gleichermaßen für 1-2 TAMs, multiplen TAMs+M184V und nicht-Thymidinanaloga-assoziierten NAMs wie K65R, T69X, M184V und insbesondere K65R+M184V vor (Whitcomb 2002, Shulman 2004, Coakley 2005a). Bislang haben diese Ergebnisse jedoch nicht zu neuen Therapiestrategien geführt.

NNRTIs

Erstgenerations-NNRTIs (Efavirenz, Nevirapin, Delavirdin)

Bei den NNRTI lassen sich zwei Mutationsprofile unterscheiden: K103N, V106M, und Y188L sowie L100I, V106A, Y181C/I, G190S/A und M230L. Eine einzige Mutation kann jedoch bereits in einer hochgradigen Resistenz gegenüber einem oder mehreren NNRTIs resultieren. Bei den Mutationen K103N oder Y188L ist der weitere Einsatz von Erstgenerations-NNRTI nicht zu empfehlen (Antinori 2002).

Die relativ häufig auftretende Mutation K103N bewirkt eine 20-50-fache Resistenz gegen alle derzeit verfügbaren NNRTIs (Petropolus 2000).

V106A führt zu einer über 30-fachen Nevirapin-Resistenz. Im Gegensatz zu Subtyp B-Viren entsteht bei Subtyp C-Viren jedoch häufiger die Mutation V106M. Sie ruft nicht nur eine Nevirapin-Resistenz, sondern auch eine Efavirenz-Resistenz hervor (Grossman 2004).

Durch die Mutationen A98G/S (häufiger bei Subtyp C), K101E und V108 entsteht eine geringgradige Resistenz gegenüber allen verfügbaren NNRTIs. Eine intermediäre Efavirenz- und Delavirdin-Resistenz und eine geringgradige Nevirapin-Resistenz entstehen durch die Mutation L101I. Y181C/I bewirkt eine 30-fache Nevirapin-Resistenz, und auch der Therapieerfolg von Efavirenz scheint nur vorübergehend zu sein. G190A ist mit einer hochgradigen Nevirapin-Resistenz sowie einer intermediären Efavirenz- bzw. Delavirdin-Resistenz verbunden. G190S und Y188C/L/H sind Mutationen, die eine hohe Nevirapin- und Efavirenz-Resistenz bewirken (Shafer 2003, De Mendoza 2002).

Zweitgenerations-NNRTIs

Etravirin ist sowohl gegen Wildtyp-Viren als auch gegen Viren mit einzelnen NNRTI-Mutationen wie K103N, Y188L und/oder G190A aktiv (Andries 2004). Im Vergleich zu anderen NNRTIs hat Etravirin, wahrscheinlich aufgrund einer flexiblen Bindung an die Reverse Transkriptase, eine höhere genetische Barriere. Eine hochgradige Resistenz wird meist bei mehr als zwei Mutationen beobachtet (Mills 2007, Katlama 2007, Vingerhoets 2007). In einem Selektionsexperiment hatte die dominante Viruspopulation nach mehreren In-vitro-Passagen die RT-Mutationen V179F (eine neue Variante an dieser Position) und Y181C. Weitere Mutationen, die bisher in vitro selektioniert wurden, sind L100I, E138K, Y188H, G190E, M230L und V179I (Brillant 2004, Vingerhoets 2005). Hochgradige Resistenzen wurden bei den Kombinationen V179F + Y181C, V179F+Y181I oder V179F+Y181C+F227C beobachtet (INTELENCE^TM Full Prescribing Information, January 2008).

In einer plazebokontrollierten Studie war das virologische Ansprechen auf Etravirin - adjustiert auf weitere NNRTI-Mutationen und die Verwendung von T-20 - mit oder ohne K103N vergleichbar. Die Mutation Y181C dagegen war mit vermindertem Ansprechen assoziiert (Vingerhoets 2006).

Bei Patienten mit dokumentierter NNRTI-Resistenz und mindestens drei primären PI-Mutationen nahm das virologische Ansprechen auf Etravirin mit der Anzahl der NNRTI-Mutationen ab. Bei Patienten ohne NNRTI-Mutation zur Baseline lag die mittlere Viruslastreduktion nach 48 Wochen bei 1,67 Logstufen. Bei einer, zwei oder mindestens drei Mutationen waren es nur noch 1,38, 0,90 bzw. 0,54 Log-Stufen (Cohen 2006).

In den DUET-Studien wurden nachfolgende Resistenz-assoziierte Etravirin-Mutationen identifiziert: V90I, A98G, L100I, K101E/H/P, V106I, E138A, V179D/F/T, Y181C/I/V, G190A/S und M230L. Das Hauptselektionskriterium war der Effekt der Baseline-Mutation auf das virologische Ansprechen (<50 Kopien/ml) unter Etravirin zu Woche 24. Hinzu kam als weiteres Kriterium die Korrelation zwischen Mutation und Resistenzfaktor. Neu ist die Gewichtung einzelner NNRTI-Mutationen. Von den 17 Etravirin-Mutationen erhielten Y181I/V mit einem Gewichtungsfaktor von 3, gefolgt von L100I, K101P, Y181C und M230L mit 2,5 die höchsten Werte.

Den Mutationen E138A, V106I, G190S und V179 F wurde ein Gewichtungsfaktor von 1,5 und den übrigen Mutationen einer von 1 zugeordnet. Im Gesamtscore werden Punkte von 0-2 mit einer virologischen Ansprechrate von 74 % (bestes Ansprechen), 2,5-3,5 mit 52 % (intermediäres Ansprechen) und ≥4 mit 38 % (vermindertes Ansprechen) korreliert. In einem Panel von 4.248 NNRTI-resistenten klinischen HIV-1 Isolaten weisen die am stärksten gewichteten Mutationen Y181I und Y181V eine niedrige Prävalenz von 1,5 % und 0,9 % auf. Die Mutation Y181C, die häufiger unter Nevirapin als unter Efavirenz selektiert wird, hat in diesem Kollektiv eine Prävalenz von 32 % (Vingerhoets 2008).

Rilpivirin (TMC-278) scheint in seiner Wirksamkeit, analog zu Etravirin, nicht oder kaum von einzelnen NNRTI-Mutationen wie K103N, V106A, G190S/A oder NNRTI-Doppelmutationen beeinträchtigt zu werden. In vitro wurden mit 40 nM Rilpivirin über 30 Tage keine resistenten Varianten selektiert. Unter 10 nM wurden innerhalb von 8 Tagen bis zu acht Mutationen selektiert, darunter L100L/I, V106V/I, Y181Y/C und M230M/I; die IC₅₀-Erhöhung lag in diesem Fall bei 4.

Von 22 durch gerichtete Mutagenese erzeugte Virusmutanten wies die Doppelmutante L100I+K103N die geringste Sensitivität auf, die IC 50-Erhöhung lag bei 5,4 (im Gegensatz zu >10.000 für Nevirapin und Efavirenz). Der klinische Cut-off für die ICsub>50-Erhöhung wurde noch nicht beschrieben - doch spricht einiges für eine hohe genetische Barriere. Für Wildtyp-Virus liegt die mediane ICsub>50 bei 0,5 nM (0,18 ng/ml). In Gegenwart von 50 % humanem Serum erhöht sich die ICsub>50 um den Faktor 9. Im Vergleich dazu wird in vivo bei der oralen Gabe von täglich 50 mg TMC-278 über 14 Tage eine mittlere Maximalkonzentration (Cmax) von 674 nM (247 ng/ml) erreicht (De Béthune 2005, Goebel 2005). Die bei oraler Gabe möglichen und verträglichen Wirkspiegel liegen also um ein Vielfaches über der notwendigen Hemmkonzentration.

In einer klinischen Studie mit therapienaiven Patienten ohne bekannte NNRTI-Mutation wurden unter Rilpivirin (in Dosierungen von einmal täglich 25 - 150 mg) in Kombination mit AZT/3TC oder TDF/FTC insgesamt acht neu auftretende Mutationen beobachtet: L100I, K101E, K103N, E108I, E138K/R, Y181C und M230L (Molina 2008).

PIs

Erstgenerations-PIs

Das Spektrum relevanter PI-Mutationen ist sehr groß. Obwohl bei Akkumulation mehrerer PI-Mutationen eine moderate bis hohe Kreuzresistenz zwischen den Erstgenerations-PIs beschrieben ist, sind für die einzelnen Substanzen die primären Mutationen relativ spezifisch. Bei früher Umstellung auf eine andere PI-Kombination, d. h. vor Akkumulation mehrerer Mutationen, kann die Folgetherapie durchaus erfolgreich sein. Die meisten Daten zu den primären Mutationen stammen aus Zeiten, in denen die PIs noch ungeboostert gegeben wurden. Unter einer Primärtherapie mit geboostertem Lopinavir, Fosamprenavir, Saquinavir, Atazanavir oder Darunavir plus je zwei NRTIs treten dagegen auch bei virologischem Versagen extrem selten primäre PI-Mutationen auf (Eron 2006, Walmsley 2007, Clumeck 2007, Gathe 2008, Lataillade 2008, Molina 2008). Primäre Resistenzen unter geboosterten PIs - selbst unter PI-Monotherapie - sind bislang Einzelfälle (Conradie 2004, Friend 2004, Lanier 2003, Coakley 2005b). Ein doch etwas häufigeres Auftreten der Mutation L76V wurde unter einer Monotherapie mit Lopinavir (MONARK Trial) bei Subtyp CRF02 beschrieben (Delaugerre 2007).

Nelfinavir: Resistenzprofile mit der primären Mutation D30N sowie weiteren sekundären Mutationen bewirken nur eine geringe Kreuzresistenz zu anderen PIs (Larder 1999). Ein Therapieversagen unter Nelfinavir kann aber auch mit dem Auftreten von L90M einhergehen (Craig 1999). Während bei Subtyp B-Viren unter Nelfinavir häufig zunächst D30N oder M46I plus N88S als erste Mutationen auftreten, sind das bei den Subtypen C, G und AE häufiger die Mutationen L90M und I84V. Ein Grund für diese unterschiedlichen Resistenzpfade liegt im Vorkommen der natürlichen Polymorphismen: Während der Polymorphismus M36I nur bei ca. 30 % der B-Subtypen vorkommt, kommt er bei 70 bis 100 % der non-B-Subtypen vor. Bei den Subtypen C bzw. G werden die Resistenzpfade insbesondere durch Mutationsmuster wie 82I/V + 63P + 36I/V bzw. 82I + 63P + 36I + 20I vorgegeben, beim Subtyp F durch 88S sowie 82A + 54V (Gonzales 2004, Grossman 2004b, Sugiura 2002, Snoeck 2006).

Verglichen mit dem Wildtyp ist die replikative Fitness von Viren mit D30N deutlich und bei L90M mäßig reduziert. Dieser Fitnessverlust wird bei L90M durch den häufig vorkommenden Polymorphismus L63P voll kompensiert, bei D30N dagegen nur in geringem Maße (Martinez 1999).

Ungeboostertes Saquinavir selektiert G48V, eine Mutation, die die Empfindlichkeit um das 10-fache reduziert. Zusammen mit L90M kann ein hochgradiger Sensitivitätsverlust gegenüber Saquinavir entstehen (Jacobson 1995). Dennoch sind in der Regel mindestens 4 Mutationen aus L10I/R/V, G48V, I54V/L, A71V/T, V77A, V82A, I84V und L90M nötig, um die Wirkung von Ritonavir-geboostertem Saquinavir zu reduzieren (Valer 2002).

Marcelin und Kollegen (2005) re-evaluierten die genotypische Interpretation der Saquinavir-Resistenz in einer retrospektiven Analyse der Therapieoutcomes unter geboostertem Saquinavir bei 138 PI-erfahrenen Patienten. L10F/I/M/R/V, I15A/V, K20I/M/R/T, L24I, I62V, G73ST, 82A/F/S/T, I84V und L90M waren die am stärksten mit virologischem Versagen assoziierten Mutationen. Bei 3-4 Mutationen war das Therapieansprechen vermindert (Marcelin 2005).

Ungeboostertes Indinavir oder Ritonavir selektierten in erster Linie V82A(/T/F/S) als primäre Mutation, die in Kombination mit anderen Mutationen zu einer PI-Kreuzresistenz führte (Shafer 2003). Häufig unter Indinavir aufgetretene Virusmutanten mit M46I, L63P, V82T, I84V oder L10R, M46I, L63P, V82T, I84V sind genauso fit wie der Wildtyp.

Fosamprenavir: Unter versagender Therapie wurden insbesondere folgende, primäre Resistenzmutationen selektiert: I54L/M, I50V oder V32I plus I47V - jeweils häufig zusammen mit der Mutation M46I. Entsprechende Virusisolate blieben in einer kleinen Untersuchung uneingeschränkt empfindlich gegenüber Saquinavir und Lopinavir (Chapman 2004, Ross 2003). Marcelin und Kollegen entwickelten in einer kleinen Studie an 49 PI-vorbehandelten Patienten, die auf geboostertes Amprenavir wechselten, einen Resistenz-Algorithmus, der auch Mutationen an Positionen 35, 41, 63 und 82 einbezog (Marcelin 2003, s. Tabelle 6).

In der Zephir-Studie wurde an 121 Patienten das virologische Ansprechen auf eine Therapie mit Fosamprenavir/r evaluiert. Bei weniger als drei Mutationen aus L10I/F/R/V, L33F, M36I, M46I/L, I54L/M/T/V, I62V, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V82A/F/S/T, I84V und L90M betrug der Viruslastabfall zu Woche 12 2,4 Logstufen im Vergleich zu nur -0,1 log bei 4 oder mehr Mutationen. Eine Viruslast unter 400 Kopien/ml hatten mindestens 80 % der Patienten mit maximal 3 Mutationen, verglichen mit 35-45 % der Patienten mit 4-7 Mutationen und nur 10 % der Patienten mit mindestens 8 Mutationen (Pellegrin 2005).

In einer Untersuchung an 63 Patienten waren die Mutationen L10F/I/V, L33F, M46I/L, I47V, I54L/M/V/A/T/S, A71V, G73S/A/C/T, V82A/F/C/G und L90M mit vermindertem virologischem Ansprechen auf Fosamprenavir/r assoziiert. Die relevantesten Mutationen waren I54L/M/V/A/T/S, V82A/F/C/G und L90M: Bei zwei Mutationen war das Ansprechen reduziert, bei drei Mutationen lag eine Resistenz vor. N88S/D war mit erhöhtem Ansprechen assoziiert (Masquelier 2006).

Lopinavir: Das Ansprechen korreliert bei PI-vorbehandelten Patienten negativ mit der Anzahl folgender Mutationen: L10F/I/R/V, K20M/R, L24I, M46I/L, F53L, I54L/T/V, L63P, A71I/L/T/V, V82A/F/T, I84V, L90M. Bei bis zu 5 Mutationen ist die IC50 im Median um den Faktor 2,7 erhöht, bei 6-7 Mutationen um den Faktor 13,5 und bei mindestens 8 Mutationen um den Faktor 44 (Kempf 2001). In Studien zu Lopinavir/r in der Primärtherapie traten bislang keine spezifischen PI-Mutationen auf. Mittlerweile wurden jedoch zwei Fälle einer primären Lopinavir-Resistenz publiziert. Im ersten Fall war das virologische Versagen mit dem vorübergehenden Auftreten der Mutation V82A verbunden, gefolgt von den Mutationen V32I, M46M/I und I47A (Friend 2004). Die Empfindlichkeit gegenüber anderen PIs, insbesondere Saquinavir, blieb weitgehend erhalten (Parkin 2004). Im zweiten Fall kamen zu präexistierenden Polymorphismen M36I, L63P und I93L die Mutationen I54V, V82A, gefolgt von L33F, hinzu (Conradie 2004).

Ein anderer Resistenzalgorithmus für Lopinavir/r bezieht 20 Mutationen an 12 verschiedenen Positionen ein (L10F/I, K20I/M, M46I, L, I50V, I54A/M/S/T/V, L63T, V82A/F/S sowie G16E, V32I, L33F, E34Q, K43T, I47V, G48M/V, Q58E, G73T, T74S, L89I/M). Bei 7 Mutationen kann von einer IC₅₀- Erhöhung um den Faktor 10 und damit von einer Resistenz gegenüber Lopinavir ausgegangen werden. Insbesondere Mutationen an den Positionen 50, 54 und 82 scheinen einen Einfluss auf die phänotypische Resistenzlage zu haben (Parkin 2003, Jimenez 2005).

Die In-vivo-Selektion von Lopinavir-Resistenz konnte durch die Follow-up-Analyse der Isolate von 54 PI-vorbehandelten Patienten mit versagender Lopinavir-Therapie beschrieben werden. Häufig traten die Mutationen an den Positionen 82, 54 und 46 auf. Seltener wurden Mutationen wie L33F, I50V oder V32I zusammen mit I47V/I selektiert. Neue Mutationen an den Positionen 84, 90 und 71 wurden nicht beobachtet (Mo 2005).

I47A, eine Mutation, die erst nach der Verfügbarkeit von Lopinavir beobachtet wurde, erniedrigt die Bindungsaffinität für Lopinavir und bewirkt einen 86 bis >110-fachen Sensitivitätsverlust. Dahingegen führt I47A aufgrund einer höheren Bindungsaffinität für Saquinavir zu einer Hypersuszeptibilität (Kagan 2005).

Dass auch bei 5 bis 10 Resistenzmutationen, die eigentlich für eine komplette PI-Kreuzresistenz sprechen, eine Resensitivierung möglich ist, wurde von einer deutschen Arbeitsgruppe beschrieben. Die Mutation L76V, die in erster Linie durch eine Therapie mit Lopinavir selektiert wird und seltener auch unter Amprenavir entstehen kann, ist mit einer Resistenz gegen Lopinavir, Amprenavir und Darunavir assoziiert, kann aber zu einer Resensitivierung gegenüber Atazanavir, Saquinavir oder Tipranavir führen (Müller 2004, De Meyer 2006b).

Atazanavir hat auch zumindest partiell ein eigenes Resistenzprofil. Bei therapienaiven Patienten unter versagender Atazanavir-Therapie entsteht primär meist die Mutation I50L - häufig in Kombination mit A71V, K45R, und/oder G73S. I50L führt zwar zu einem Sensitivitätsverlust gegenüber Atazanavir, erhöht jedoch die Empfindlichkeit gegenüber den anderen Erstgenerations-PIs, deren Bindungsaffinität für die HIV-Protease insbesondere bei I50L+A71V zwei- bis neunfach erhöht ist. Selbst in Gegenwart anderer primärer und sekundärer PI-Mutationen kann I50L die Suszeptibilität anderer PIs erhöhen (Colonno 2002, Weinheimer 2005, Yanchunas 2005). Bei PI-vorbehandelten Patienten entstand I50L jedoch nur in einem Drittel der Fälle (Colonno 2004).

Bei bestehenden PI-Mutationen muss mit einer partiellen Kreuzresistenz gegenüber Atazanavir gerechnet werden (Schnell 2003). Die Akkumulation von PI-Mutationen wie z. B. L10I/V/F, K20R/M/I, L24I, L33I/F/V, M36I/L/V, M46I/L, M48V, I54V/L, L63P, A71V/T/I, G73C/S/T/A, V82A/F/S/T, L90M und insbesondere I84V führen zu einem Sensitivitätsverlust. Im Expanded Access-Program mit ungeboostertem Atazanavir korrelierte die Anzahl dieser PI-Mutationen mit der Viruslastsenkung. Bei ungeboostertem Atazanavir liegt die Resistenz-Schwelle bei mindestens 3-4, bei Ritonavir-geboostertem Atazanavir bei mindestens 6 Mutationen (Colonno 2004, Gianotti 2005). Der von Pellegrin und Kollegen entwickelte "Reyaphar-Score" beinhaltet Mutationen an 12 Positionen, die mit reduziertem Ansprechen auf geboostertes Atazanavir assoziiert sind (L10I/F/R/V, K20I/M/R, L241, M461/L, 154L/M/T/V, Q58E, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V771, V82A/F/S/T, 184V und L90M). Bei weniger als 5 "Reyaphar-Mutationen" betrug die gemittelte Viruslastreduktion nach 12 Wochen 1,4 Logstufen, bei mehr als 5 Mutationen nur noch 0,5 Logstufen (Pellegrin 2006).

Ein weiterer Atazanavir-Resistenzscore enthält die Mutationen 10F/I/V, 16E, 33I/F/V, 46I/L, 60E, 84V, 85V und 90M. In einer Untersuchung an 63 Patienten nahm die Aktivität von geboostertem Atazanavir deutlich ab, falls drei oder mehr dieser Mutationen vorhanden waren (Vora 2006).

Zweitgenerations-PIs

Tipranavir wirkt gut gegen Viren mit multiplen PI-Resistenzen. Selbst bei verminderter Empfindlichkeit auf Darunavir erwies sich noch ca. die Hälfte von 586 Virusisolaten als empfindlich auf Tipranavir (De Meyer 2006a). In vitro waren L33F und I84V die ersten Mutationen, die unter Tipranavir auftraten, allerdings gingen sie nur mit einer 2-fach erniedrigten Sensitivität einher. Am Ende der Selektionsexperimente wurden Viren mit 10 Mutationen (L10F, I13V, V32I, L33F, M36I, K45I, I54V, A71V, V82L, I84V) und einer um den Faktor 87 verminderten Suszeptibilität beobachtet (Doyon 2005). Diese und weitere Experimente führten dazu, dass einige Mutationen frühzeitig als Schlüsselmutationen galten, den so genannten PRAMs (protease inhibitor-resistance associated mutations). Zu den PRAMs zählen L33I/V/F, V82A/F/L/T, I84V und L90M. Bei mindestens 3 PRAMs sank die Viruslast unter geboostertem Tipranavir plus optimiertem Background nach 2 Wochen dennoch um 1,2 Logstufen, verglichen mit nur 0,2-0,4 Logstufen unter Regimen mit Amprenavir, Saquinavir oder Lopinavir (Cooper 2003, Johnson 2008, Mayers 2004).

In Reanalysen der Phase II- und III-Studien wurden einige PRAMs bestätigt, aber auch neue Resistenzmutationen identifiziert (Kohlbrenner 2004). Daraus wurde der -ungewichtete- Tipranavir-Mutationsscore entwickelt, der 21 Proteasemutationen an 16 Positionen einbezieht (I10V, I13V, K20M/R/V, L33F, E35G, M36I, N43T, M46L, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D und I84V) (Baxter 2006). Dieser ungewichtete Scores wurde mit einem "gewichtete", aus den RESIST-Studien generierte Tipranavir-Score weiter entwickelt (Scherer 2007). Einbezogen in die Modellrechnungen wurden Mutationen des ungewichteten Tipranavir-Scores plus fünf Mutationen (24I, 30N, 50L/V, 54L, 76V), denen man eine erhöhte Tipranavir-Suszeptibilität zuordnete. Den Mutationen wurden somit positive oder negative Gewichtungspunkte zugeordnet, die aufsummiert den gewichteten Tipranavir-Score ergeben. Die Hauptmutationen ("major mutations") I47V, I54A/M/V, Q58E, T74P, V82L/T, N83D tragen wesentlich zur Resistenz gegen Tipranavir bei und haben ein Gewicht von 3 bis 6. Die minoren Mutationen (I10V, M36I, N43T und M46L) haben ein geringes Gewicht von 1 oder 2. Mutationen mit erhöhter Empfindlichkeit und negativem Gewicht zwischen -7 und -2 sind L24I, I50L/V, I54L und L76V. Die Mutationen 33F, 13V und 69K, die häufiger bei Non-B-Subtypen vorkommen, wurden aus dem Score entfernt. Bei einem Score unter 3 ist mit voller Empfindlichkeit zu rechnen, zwischen 3 und 10 ist Tipranavir noch partiell wirksam, und erst ab einem Score von über 10 geht man von einer Resistenz aus (siehe Tabelle 6).

Darunavir besitzt ebenfalls eine gute Aktivität gegen ein großes Spektrum PI-resistenter Viren. In vitro entwickelt sich eine Resistenz gegen Darunavir langsamer als gegen Nelfinavir, Amprenavir oder Lopinavir. In vitro wurden nach mehreren Passagen neben R41T and K70E zwei Mutationen selektiert, die mit einer reduzierten Replikationsfitness einhergingen. Viren mit einer über 10-fachen Suszeptibilitätsverlust gegen Darunavir zeigten zwar auch gegenüber Saquinavir den entsprechenden Suszeptibilitätsverlust, nicht aber gegen andere PIs (Atazanavir wurde nicht untersucht). Bei primärem Versagen muss also nicht notwendigerweise von einer kompletten Kreuzresistenz ausgegangen werden (De Meyer 2003+2005).

Elf Mutationen an 10 Positionen wurden, sofern mindestens drei auftraten, mit einer verminderten Ansprechrate auf geboostertes Darunavir assoziiert: V11I, V32I, L33F, I47V, I50V/L, I54L/M, T74P, L76V, I84V und L89V. Die einzelnen Mutationen scheinen jedoch die Empfindlichkeit unterschiedlich stark zu beeinflussen. An erster Stelle steht I50V, gefolgt von I54M, L76V und I84V. Danach folgen V32I, L33F und I47V. Den geringsten Einfluss haben V11I, I54L, G73S und L89V. Diese Gewichtung muss allerdings noch validiert werden.

Neue Mutationen, die bei Therapieversagen auftraten, sind V32I, L33F, I47V, I54L und L89V. Ca. 50 % dieser Virusisolate waren noch sensibel auf Tipranavir. Im Median änderte sich die IC50 von Tipranavir um den Faktor 0,82. Umgekehrt waren über 50 % der Isolate mit verminderter Tipranavir-Empfindlichkeit noch empfindlich auf Darunavir (De Meyer 2006a, De Meyer 2006b, Prezista US Product Information 2006, Johnson 2008).

Fusionsinhibitoren

Dieser Abschnitt beschränkt sich auf bisher bekannte Resistenzmutationen unter T-20. In dem aus 351 Codons bestehenden gp41-Gen gibt es sowohl Positionen mit sehr hoher Variabilität als auch sehr konservierte Bereiche. Polymorphismen wurden bisher in allen gp41-Regionen beobachtet, die höchste Variabilität liegt in der HR2-Region. Primärresistenzen auf T-20 sind sehr selten (Wiese 2005).

Ein Wirksamkeitsverlust von T-20 geht in der Regel mit Mutationen an der T-20-Bindungsstelle - der HR1 (Heptad Repeat 1)-Region von gp41 - einher. Insbesondere betroffen sind die HR1-Positionen 36 bis 45, wie z. B. G36D/E/S, 38A/M/E, Q40H/K/P/R/T, N42T/D/S, N43D/K oder L45M/L. Der Grad an Resistenz, d. h. der Faktor, um den die Suszeptibilität abnimmt (der von unter 10 bis zu mehreren hundert reichen kann), hängt sowohl von der Position der Mutation und dem jeweiligen Aminosäureaustausch ab. Der Suszeptibilitätsverlust ist bei Doppelmutationen in der Regel höher als bei singulären Mutationen. Bei Doppelmutationen wie G36S+L44M, N42T+N43K, N42T+N43S oder Q40H+L45M wurde je ein >250-facher IC50-Anstieg beobachtet. Daneben beeinflussen auch Mutationen in HR2 und Veränderungen in der Virushülle die Resistenzlage (Sista 2004, Mink 2005). So wurde z. B. in klinischen Virusisolaten mit der singulären HR1-Mutation G36D ein Suszeptibilitätsverlust zwischen 4- und 450-fach beobachtet. In dem Isolat mit 450-fachem Suszeptibilitätsverlust wurde auch an Position 126 auf HR2 eine heterozygote Veränderung beobachtet (N/K).

Weitere Mutationen im gp41-Gen wurden auch an den Positionen 72, 90 und 113 gefunden (Sista 2004, Monachetti 2004, Loutfy 2004).

Bei 6/17 Patienten (35 %) mit virologischem Versagen entwickelte sich die Mutation S138A in der HR2-Region von gp41 - meist in Kombination mit einer Mutation an Position 43 auf HR1 und zusätzlichen Sequenzveränderungen an HR2-Positionen mit bekannten Polymorphismen (Xu 2004). Ohne den Selektionsdruck durch T-20 ist die virale Replikationskapazität in Gegenwart von HR1-Mutationen im Vergleich zum Wildtyp deutlich reduziert, und zwar mit folgender Rangordnung: Wildtyp > N42T > V38A > N42T, N43K ≈ N42T, N43S > V38A, N42D ≈ V38A, N42T. Virale Fitness und T-20-Suszeptibilität korrelieren miteinander invers (r=0.99, p<0.001) (Lu 2004).

CCR5-Antagonisten

Es bestehen zwei Möglichkeiten der Resistenzbildung gegen CCR5-Antagonisten: der Rezeptor-Switch von R5- zu X4-tropen Viren oder die Entstehung von Mutationen, die das Virus in die Lage versetzen, CCR5-Moleküle auch in Gegenwart von CCR5-Antagonisten für den Eintritt in die Zelle zu nutzen.

CCR5-Antagonisten sollen nur bei Patienten mit ausschließlich CCR5-tropen Viren eingesetzt werden. Bei Nachweis von CXCR4- oder dual-tropen Viren wird von einer entsprechenden Therapie abgeraten. CCR5-trope Viren sind bei therapienaiven Patienten zu ca. 80 % und bei therapieerfahrenen Patienten zu ca. 50-60 % nachweisbar. Sehr selten ist der alleinige Nachweis von CXCR4-tropen Viren (Demarest 2004, Brumme 2005, Moyle 2005, Wilkin 2006, Hunt 2006, Coakley 2006, Melby 2006).

Bei ca. einem Drittel der Patienten mit Therapieversagen unter Maraviroc wurde ein Shift von CCR5- zu CXCR4-tropen Viren beschrieben (Heera 2008). Der ursprüngliche phänotypische Standard-Test TrofileTM, der für die Zulassungsstudien von Maraviroc verwendet wurde, hatte eine Sensitivitätsgrenze von 5-10 %. Minore Viruspopulationen wurden also nicht detektiert. Retrospektive Untersuchungen haben gezeigt, dass bei Patienten mit Therapieversagen z.T. bereits vor Therapiebeginn minore X4-Varianten vorhanden waren, die zu Baseline nicht detektiert worden waren. In Einzelfällen wurde auch unter Kontrolltherapie ein Rezeptor-Shift beobachtet (Greaves 2006, Mori 2007, Lewis 2007).

Im Rahmen einer Vicriviroc-Studie wurden 118 Proben mittels des verbesserten TrofileTM-Tests reanalysiert, der eine Sensitivitätsgrenze von 0,3 % aufweist. 25 Patientenproben wurden mit dem sensitiveren Test als dual-trop eingestuft. Der Nachweis dieser minoren Viruspopulationen war mit einer geringeren Viruslastreduktion unter Vicriviroc assoziiert (Reeves 2008).

Methodische Vergleichsuntersuchungen wurden mit dem für die Zulassungsstudien von Maraviroc und Vicriviroc verwendeten Trofile^TM-Test durchgeführt. Gute Übereinstimmung von mindestens 80 % mit den Trofile ^TM-Ergebnissen zeigen auch andere phänotypische Tests (PHENOSCRIPT® ENV) oder genotypische Testverfahren unter Nutzung spezieller bioinformatischer Tools zur Tropismus-Vorhersage. Insbesondere werden Analysemethoden wie die so genannte Charge Rule, Support-Vektormaschinen (SVM) oder Decision Trees verwendet (Garrido 2007, Skrabal 2007, Obermeier 2008). Software zur Tropismus-Vorhersage für genotypische Testverfahren findet sich unter den folgenden Web-Adressen:

geno2pheno coreceptor: http://coreceptor.bioinf.mpi-sb.mpg.de/cgi-bin/coreceptor.pl
Wetcat: http://genomiac2.ucsd.edu:8080/wetcat/v3.html
web-PSSM (verwendet so genannte Position-Specific Scoring Matrices): http://ubik.microbiol.washington.edu/computing/pssm/

Der Vorteil der genotypischen Testverfahren liegt, wie bei der Resistenzanalyse, in der breiten Verfügbarkeit und der schnellen Ergebnismitteilung. Ein weiterer Vorteil liegt darin, dass der Test auch bei nicht nachweisbarer Viruslast aus proviraler DNA möglich ist. Dies kann z.B. bedeutsam sein für Patienten mit Nebenwirkungen. Erste Ergebnisse zeigen eine gute Korrelation zwischen den Trofile^TM-Ergebnissen und den genotypischen Tropismusvorhersagen aus proviraler DNA (Obermeier 2008).

Bei einem Therapieversagen ohne Tropismuswechsel unter Maraviroc oder Vicriviroc wurden unterschiedliche Mutationen im V3-Loop des HIV-1 Hüllproteins gp120 nachgewiesen. Die Resistenzmuster waren nicht einheitlich und es wurden ebenfalls Mutationen außerhalb des V3-Loop beschrieben. Die Häufigkeit und klinische Relevanz der einzelnen env-Mutationen kann derzeit noch nicht gut genug eingeordnet werden, um Aussagen zur Resistenz zu treffen. Zum Teil waren die Mutationen nicht mit einer IC50-Erhöhung assoziiert. Vielmehr ging die phänotypische Maraviroc-Resistenz mit einer Reduktion der maximal möglichen Virusinhibition in den Dosis-Wirkungskurven einher (Mori 2008). Diese Beobachtung spricht dafür, dass Maraviroc-resistente Viren auch den CCR5-Rezeptor, an den Maraviroc bereits gebunden hat, nutzen können (Landovitz 2006, Westby 2007, Johnson 2008). Eine Kreuzresistenz zwischen Maraviroc und zum Beispiel Vicriviroc wurde zwar nach mehreren In-vitro-Passagen beschrieben, doch gibt es bisher keine klinischen Daten dazu. Eine komplette Klassenresistenz auch mit anderen in der Entwicklung befindlichen CCR5-Antagonisten, wie TAK-652, ist bisher nicht bekannt. Die Resistenzanalyse ist in diesem Bereich noch keine Routineuntersuchung.

Integrase-Inhibitoren

Die genotypische Integrase-Resistenztestung wird bereits von einigen Laboren angeboten, ist aber (Anfang 2009) noch nicht Bestandteil des kassenärztlichen Leistungskataloges. Kommerzielle Assays sind in der Entwicklung. Insbesondere für Forschungszwecke werden derzeit in speziellen Laboren auch phänotypische Tests entwickelt. Sequenzanalysen bei Viren von therapienaiven Patienten zeigten, dass das Integrase-Gen zwar sehr polymorph ist, jedoch die meisten relevanten Resistenzpositionen, wie zum Beispiel an den Positionen 148 und 155, konserviert sind (Hacket 2008). Eine Resistenzanalyse ist derzeit somit nur bei virologischem Versagen unter einem Integrase-Inhibitor-haltigen Regime indiziert. Bei therapienaiven Patienten, deren ART aus Raltegravir sowie aus Tenofovir und 3TC bestand, wurden bei Therapieversagen mittels genotypischer Tests zwei Fälle mit der Schlüsselmutation N155H nachgewiesen, in einem Fall zusammen mit weiteren Integrase-Resistenzmutationen. Bei einigen Patienten waren nur 3TC-Mutationen nachweisbar. Es wurden keine weiteren Raltegravir-Mutationen nach Woche 48 beobachtet (Markowitz 2007, Markowitz 2008).

Bei vorbehandelten Patienten mit Therapieversagen unter Raltegravir wurden drei Resistenzpfade beschrieben: N155H, Q148K/R/H oder seltener Y143RC. Weitere Mutationen, die zusammen mit N155H beobachtet wurden, waren L74M, E92Q, T97A, V151I, G163R, G163K, S230R. In Kombination mit Q148K/R/H können nachfolgende Mutationen auftreten: L74M, T97A, E138A, E138K, G140A, G140S und G163R, wobei Mutationen der Position 140 dominieren. Die Mutationen Q148K/R/H und N155H kommen nicht gleichzeitig auf dem selben Virusgenom vor, dies gilt auch für die Mutation E92Q und Mutationen der Position 148. HI-Viren mit dem Mutationsmuster N155H + Sekundärmutationen werden oft durch eine resistentere und fittere Viruspopulation mit dem Mutationsmuster Q148H + G140S verdrängt (Fransen 2008, Miller 2008).

Ein anderer, seltenerer Weg, über den eine Raltegravir-Resistenz entstehen kann, ist Y143H/R/C, zum Beispiel in Kombination mit E92Q, T97A, V151I, G163R oder S230R (Cooper 2007, Fransen 2008, Steigbigel 2008, Hazuda 2007). Das meist zeitlich versetzte Auftreten zusätzlicher Mutationen zu den Schlüsselmutationen N155H oder Q148K/R/H bewirkt eine Zunahme der Resistenz, erhöht aber auch, je nach Mutationsmuster, die virale Fitness. Dies gilt insbesondere für den Mutationsweg Q148H (Goethals 2008, Hatano 2008).

Die bisher am häufigsten unter Elvitegravir aufgetretenen Mutationen sind E92Q, E138K, Q148R/H/K und N155H. Hochgradige Kreuzresistenz zwischen Raltegravir und Elvitegravir liegt bei der Kombination Q148H/R+G140S vor (Mc Coll 2007, DeJesus 2007). E92Q ist häufig assoziiert mit der kompensatorischen Mutation L68V (Goodmann 2008).

Da unter Elvitegravir auch Raltegravir-spezifische Resistenzmutationen entstehen, ist der Erfolg von Raltegravir bei versagender Elvitegravir-Therapie unwahrscheinlich (Goodman 2008). Dies wird klinisch durch den Bericht von zwei Patienten bekräftigt (DeJesus 2007).

Zusammenfassung

Primär resistente Virusvarianten werden in Regionen mit Zugang zu antiretroviralen Medikamenten bei mehr als 10 % der therapienaiven HIV-Patienten beobachtet. Resistenztests vor ART-Beginn führen zu signifikant besseren Ansprechraten. Bei Wildtyp-Viren ist die Entstehung neuer Virusmutanten eine der Hauptursachen für virologisches Therapieversagen. Mittels Resistenzbestimmungen können die Folgetherapien optimiert werden. Pharmako-ökonomische Modellrechnungen zeigen, dass Resistenzbestimmungen sowohl bei vorbehandelten als auch bei therapienaiven Patienten kosteneffektiv sind (Sax 2005, Corzillius 2004, Weinstein 2001). Resistenztests werden bereits seit einigen Jahren von nationalen und internationalen Fachgesellschaften empfohlen. In Deutschland kann die Resistenztestung seit 2004 bei antiretroviral vorbehandelten Patienten mit ungenügender Virussuppression als Kassenleistung abgerechnet werden. Auch vor Einleitung einer Transmissionsprophylaxe bei Schwangeren und vor Beginn einer ART bei neu infizierten Patienten, deren HIV-Infektion nicht länger als ein Jahr zurückliegt, ist die Resistenztestung erstattungsfähig.

Die phäno- oder genotypische Tropismustestung vor dem Einsatz eines CCR5-Antagonisten ist entscheidend für die Effektivität dieser neuen Substanzklasse. Sie ist derzeit allerdings noch nicht über die gesetzlichen Krankenkassen abzurechnen. Im Rahmen von Forschungsprojekten besteht in Deutschland jedoch die Möglichkeit, den Tropismus kostenfrei zu bestimmen.

Sowohl geno- als auch phänotypische Verfahren haben eine gute Intra- und Interassay-Reliabilität. Die Resistenzprofile und deren Interpretation werden zunehmend komplexer und erfordern eine ständige Aktualisierung der Algorithmen. Neue Substanzklassen wie Integrase-Inhibitoren oder CCR5-Antagonisten müssen in die Resistenzevaluation mit einbezogen werden. Die Festlegung der Schwellenwerte, die mit einer klinisch relevanten Medikamentenresistenz assoziiert sind, ist entscheidend für den effektiven Einsatz der (virtuellen) Phänotypisierung.

Abschließend sollte betont werden, dass die antiretrovirale Therapie - selbst unter Berücksichtigung gut interpretierbarer Resistenztests - nur von erfahrenen HIV-Behandlern im klinischen und auch psychosozialen Kontext des Patienten begonnen, pausiert oder umgestellt werden sollte.

Resistenz-Tabellen

Alle Tabellen basieren auf verschiedenen Regel-basierten Interpretationsrichtlinien, wie z.B. HIV-GRADE (http://www.hiv-grade.de), den Regeln der ANRS - AC 11 Resistance Group (http://www.hivfrenchresistance.org/) und der Drug Resistance Mutations Group of the International AIDS Society-USA (Johnson 2008) sowie den im Text genannten Literaturstellen.

Diese Tabellen erheben keinen Anspruch auf Vollständigkeit und ersetzen bei komplizierten Mutationsmustern nicht die Kommunikation zwischen dem Behandler und dem Experten des Resistenzlabors.

Tabelle 4: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber NRTIs verursachen

NRTI	Resistenzmutationen
AZT	T215Y/F (v.a. mit weiteren TAMs) ≥ 3 Mutationen aus (M41L, D67N, K70R, L210W, K219Q/E) Q151M (v.a. mit A62V, F77L, F116Y) T69SSX (Insertion)* Mögliche Resensitivierung durch K65R, L74V, Y181C, M184V/I
D4T	V75M/S/A/T T215Y/F (meist in Kombination mit weiteren TAMs) ≥ 3 TAMs Q151M (v.a. mit A62V/F77L/F116Y) T69SSX (Insertion)* Mögliche Resensitivierung durch L74V, Y181C, M184V/I
ABC	M184V + 3 Mutationen aus (M41L, D67N, L74I, Y115F, L210W, T215Y/F, 219Q/E) ≥5 Mutationen aus (M41L, D67N, L74I, L210W, T215Y/F, 219Q/E) K65R L74V Q151M (v.a. mit A62V, F77L, F116Y) T69SSX (Insertion)*
3TC	M184V/I/T T69SSX (Insertion)* K65R (Resistenz möglich)
FTC	M184V/I/T T69SSX (Insertion)* K65R (Resistenz möglich)
DDI	L74V, insbesondere zusammen mit T69D/N oder weiteren TAMs K65R Q151M (v.a. mit A62V, F77L, F116Y) T69SSX (Insertion)* T215Y/F und ≥ 2 Mutationen aus (M41L, D67N, K70R, L74I, L210W, K219Q/E)
TDF	T69SSX (Insertion)* ≥ 3 TAMs mit M41L oder L210W (Resistenz, z. T. nur partiell) ≥ 3 - 5 Mutationen aus (M41L, E44D, D67N, T69D/N/S, L210W, T215Y/F, K219Q/E) K65R K70E/G Mögliche Resensitivierung durch M184V/I und eventuell L74V

TAMs = Thymidinanaloga-Mutationen
* T69SSX (T69S plus einer Insertion von ≥2 Aminosäuren (z.B. SS, SG oder SA) zwischen Position 69 und 70) in Kombination T215Y/F und anderen TAMs erzeugt eine hochgradige Resistenz gegenüber allen NRTIs und gegenüber Tenofovir.

Tabelle 5: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber NNRTIs verursachen
Fettdruck für Mutationen, die mit einer hochgradigen Resistenz verbunden sind

NNRTIs	Resistenzmutationen
Efavirenz	L100l, K101E, K103N/H/S/T, V106M, V108I (zusammen mit anderen NNRTI-Mutationen), Y181C/(I), Y188L/C/(H), G190S/A (C/E/Q/T/V), P225H (zusammen mit anderen NNRTI-Mutationen)
Nevirapin	A98G (insbesondere für HIV-1 Subtyp C), L100l, K101E/P/Q, K103N/H/S/T, V106A/M, V108I, Y181C/I/V, Y188C/L/H, G190A/S (C/E/Q/T/V)
Etravirin	≥ 2* - 3 Mutationen aus (V90I, A98G, L100I, K101E/H/P, V106I, E138A/G/K/Q, V179D/F/T, Y181C/I/V, G190A/S, F227C, M230L) *in Kombination mit einer fett gedruckten Mutation

Tabelle 6: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber PIs verursachen

PIs	Relevante Resistenz-Mutationen bzw. Resistenzprofile	Weitere Mutationen bzw. Resistenzprofile, die zu einer intermediären Resistenz beitragen können
Indinavir*	M46l/L V82A/F/S/T l84A/V RTV-geboostert sind wie bei anderen PIs mehrere Mutationen für einen klinisch relevanten Sensitivitätsverlust nötig	L10I/V/F, K20R/M/I, L24I, V32I, M36I, I47A/V, I50V, I54V/L/M/T, A71V/T, G73C/S/A, L76V, V77I, N88S und L90M ≥ 2 PRAMs*
Saquinavir/r	I84V/A 48V/M ≥ 3 Mutationen aus (L10F/I/M/R/V, K20I/M/R/T, L24I, I62V, G73CST, 82A/F/S/T und L90M) oder ≥ 4 Mutationen aus (L10I/R/V, I54V/L, A71V/T, V77I, V82A/ F/S/T und L90M) Mögliche Resensitivierung durch L76V	≥ 2 PRAMs*
Nelfinavir	D30N l84A/V N88S/D L90M	V82A/F/S/T und mindestens 2 aus: L10I, M36I, M46l/L, I54V/L/M/T, A71V/T, V77I ≥ 2 PRAMs*
Fosamprenavir/r	I50V L76V zusammen mit weiteren PI Mutationen V32I plus I47V ≥ 6 Mutationen aus (L10F/I/V, K20M/R, E35D, R41K, I54V/L/M, L63P, V82A/F/T/S, I84V) oder ≥ 3 Mutationen aus (L10I/F/R/V, L33F, M36I, M46I/L, I54L/M/T/V, I62V, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V82A/F/S/T, I84V und L90M) oder ≥ 3 Mutationen aus L10F/I/V, L33F, M46I/L, I47V, I54L/M/V/A/T/S, A71V, G73S/A/C/T, V82A/F/C/G und L90M	≥ 2 PRAMs*
Lopinavir/r	I47A+V32I ≥ 3 Mutationen aus (M46I, I47A/V, L50V, I54A/M/V, L76V, V82FATS, I84V) L76V zusammen mit weiteren PI-Mutationen	5-7 Mutationen aus (L10F/I/R/V, K20M/R, L24l, V32I, L33F, M46l/L, I47V/A, I50V, F53L, l54L/T/V, A71l/L/V/T, G73S, V82A/F/T, l84V, L90M) ≥ 2 PRAMs*
Atazanavir/r	I50L - häufig kombiniert mit A71V - ≥ 4 Mutationen aus (L10I/F, K20R/M/I, L24I, V32I, L33I/F/V, M46I, M48V, I54V/M/A, A71V, G73C/S/T/A, V82A/F/S/T, I84V, N88S und L90M) Mögliche Resensitivierung d. L76V	N88S ≥ 2 PRAMs*
Tipranavir/r	≥ 3 PRAMs* ≥ 7 Mutationen/Punkte aus (K20M/R/V, L33F, E35G, N43T, M46L, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D und I84V; V82L/T und I84V mit jeweils doppeltem Punktwert) Score >10 aus (I10V (+1), L24I (-2), M36I (+2), N43T (+2), M46L (+1), I47V (+6), I50L/V (-4) I54A/M/V (+3), I54L (-7) Q58E (+5), T74P (+6), L76V (-2), V82L/T (+5), N83D (+4), I84V (+ 2)) Mögliche Resensitivierung durch L76V	6 Mutationen/Punkte aus (K20M/R/V, L33F, E35G, N43T, M46L, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D und I84V; V82L/T und I84V mit jeweils doppeltem Punktwert) Score 3-10 aus (I10V (+1), L24I (-2), M36I (+2), N43T (+2), M46L (+1), I47V (+6), I50L/V (-4) I54A/M/V (+3), I54L (-7) Q58E (+5), T74P (+6), L76V (-2),.V82L/T (+5), N83D (+4), I84V (+ 2))
Darunavir/r	≥ 4 Mutationen aus: V11I, V32I, L33F, I47V, I50V, I54L/M, T74P, L76V, I84V, L89V (mit I50V, I54M, L76V und I84V als Hauptmutationen mit höherem Gewicht)	≥ 3 Mutationen aus: V11I, V32I, L33F, I47V, I50V, I54L/M, T74P, L76V, I84V, L89V (mit I50V, I54M, L76V und I84V als Hauptmutationen mit höherem Gewicht)

* Zu den PRAMs (protease inhibitor-resistance associated mutations) zählen die Mutationen L33I/F/V, V82A/F/S/T, I84V und L90M. Sie verursachen eine hohe PI-Kreuzresistenz.

Tabelle 7: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber T-20 (Enfuvirtide) verursachen

Fusionsinhibitor	Resistenzmutationen
T-20	G36A/D/E/S/V I37V V38A/M/E/K/V Q39R Q40H/K/P/R/T N42T/D/S N42T+(N43S/N43K) N43D/KH/S G36S+L44M L44M L45M/L/Q

Der Suszeptibilitätsverlust ist bei Doppelmutationen meist höher als bei singulären Mutationen.

Tabelle 8: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber Raltegravir verursachen

Integrase-Inhibitor	Resistenzmutationen (Resistenzpfade bzw. Schlüsselmutationen)	Weitere Mutationen bzw. Resistenzprofile, die zu einer Resistenz führen können
Raltegravir	Q148H/G/K/R/E N155H Y143H/R/C Das Auftreten zusätzlicher Mutationen bewirkt eine Zunahme der Resistenz.	T66I und E92Q

Literatur>